Bangham method vs Membrane Technology in the Formation of Liposomal Nanocapsules

• Autorzy: Anna Bryła , Wojciech Juzwa , Grażyna Lewandowicz

Warianty tytułu

Metoda Banghama vs technologia membranowa w formowaniu nanokapsułek liposomowych

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Growing consumer understanding of the relationship between diet and health has stimulated the commercial development of functional foods carrying validated physiological benefits beyond basic nutritional functions. Among the most popular substances which are used in fortification, antioxidants abundant in berries should be mentioned. However these substances are labile and often bitter. To avoid these drawbacks encapsulation of that kind of substances is recommended recently. The aim of the work was to compare the applicability of the two methods of formation of liposomes for the elderberry fruits bioactive substances encapsulation. The solution of bioactive substances of elderberry fruits was obtained by water extraction from lyophilised raw material. For the formation of liposomes soy lecithin was used. Nanoencapsulation of this solution was performed employing classical thin film hydration method followed by freezing-thawing procedure or alternatively using a membrane contactor. The obtained liposomes population has been separated from unencapsulated extract by gel chromatography. Encapsulation efficiency was analysed using Vis spectrometry. Size distribution of the vesicles was determined by dynamic light scattering technique and their stability by the ζ potential determination. Morphology the obtained nanocapsules was studied using a flow cytometer. It was stated that both methods enable nanoencapsulation of elderberry extract with satisfactory efficiency and stability. However, there are some important differences. By classical methods lower efficiency of 25% of smaller but more stable capsules of Z-average size of 205 nm and ζ potential -36,4 mV were observed. It was probably connected with application of freezing thawing procedure after thin film hydration step. Using membrane contactor higher encapsulation efficiency of 31% was achieved. That was paid with higher dimension and lower stability of capsules characterised by Z-average size of 536 nm and ζ potential of -27.8 mV. Liposomes population obtained using the membrane unit revealed a narrower size distribution than the one obtained by Bangham method. They also revealed less complex structure which was proved by flow cytometry. (original abstract)

Rosnąca świadomość konsumentów na temat zależności pomiędzy dietą a zdrowiem powoduje wzrost rynku żywności funkcjonalnej charakteryzującej się nie tylko określoną wartością odżywczą, ale również wywierająca korzystny wpływ na zdrowie człowieka. Żywność funkcjonalna są to bardzo często produkty wzbogacane w antyoksydanty powszechnie występujące w owocach jagodowych. Niestety tego typu związki są nietrwałe i często gorzkie. W celu wyeliminowania wad tych substancji aktualnie zaleca się ich kapsułkowanie. Celem pracy było porównanie przydatności dwóch metod formowania liposomów do kapsułkowania bioaktywnych substancji zawartych w owocach czarnego bzu. Roztwór substancji bioaktywnych sporządzano przez ekstrakcję wodną liofilizowanych owoców czarnego bzu. Do formowania liposomów użyto lecytyny sojowej. Nanokapsułkowanie prowadzono klasyczną metodą uwadniania cienkiego filmu uzupełnioną procedurą kilkukrotnego zamrażania i rozmrażania. Alternatywnie zastosowano kontaktor membranowy. Otrzymane liposomy oddzielano od niezakapsułkowanego ekstraktu metodą chromatografii żelowej. Efektywność kapsułkowania oznaczano z zastosowaniem spektrometrii VIS. Rozrzut wielkości kapsułek oznaczano metodą dynamicznego rozpraszania światła, a ich stabilność przez pomiar potencjału ζ. Morfologię otrzymanych nanokapsułek badano metodą cytometrii przepływowej. Stwierdzono, że ekstrakt czarnego bzu można efektywnie kapsułkować obydwoma metodami, a otrzymane liposomy charakteryzują się zadowalającą stabilnością. Jednakowoż zaobserwowano istotne różnice. Przy zastosowaniu klasycznej metody Banghama zanotowano mniejszą, 25% wydajność, jednak otrzymane kapsułki były mniejsze (Z-średnia wielkość = 205 nm) i stabilniejsze (potencjał ζ = -36,4 mV). Było to prawdopodobnie związane z zastosowaną procedurą zamrażania i rozmrażania. Przy użyciu kontaktora membranowego osiągnięto większą wydajność kapsułkowania równą 31%. Zostało to jednak okupione większymi rozmiarami (Z-średnia wielkość = 356 nm) i mniejszą stabilnością (potencjał ζ = -27,8 mV). Liposomy otrzymane w kontaktorze membranowym charakteryzowały się węższym profilem rozrzutu wielkości cząstek niż liposomy otrzymane metodą Banghama. Odznaczały się one również bardziej jednorodną strukturą, co zostało wykazane metodą cytometrii przepływowej. (abstrakt oryginalny)

Słowa kluczowe

EN

Functional food; Food production technology; Food production; Food quality

PL

Żywność funkcjonalna; Technologia produkcji żywności; Produkcja żywności; Jakość żywności

• Czasopismo: Towaroznawcze Problemy Jakości
• Rocznik: 2015
• Numer: nr 4
• Strony: 60--69

Twórcy

autor

Anna Bryła

• Poznan University of Technology

autor

Wojciech Juzwa

• Poznan University of Life Sciences

autor

Grażyna Lewandowicz

• Poznan University of Life Sciences

Bibliografia

• [1] Sun-Waterhouse D., Wadhwa S.S. (2013) Industry-relevant approaches for minimising the bitterness of bioactive compounds in functional foods: A review. Food Bioprocess Technology, 6, 607-627.
• [2] Nyanhongo G.S., Sygmund C., Ludwig R., Prasetyo E.N., Guebitz G.M. (2013) An antioxidant regenerating system for continuous quenching of free radicals in chronic wounds. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics, 83 (3), 396-404.
• [3] Odeberg J.M., Lignell A., Pettersson A., Hoglund P. (2003) Oral bioavailability of the antioxidant astaxanthin on humans is enhanced by incorporation of lipid based formulations. European Journal of Pharmaceutical Sciences, 19, 299-304.
• [4] Veberic R., Jakopic J., Stampar F., Schmitzer V. (2009) European elderberry (Sambucus nigra L.) rich in sugars, organic acids, anthocyanins and selected polyphenols. Food Chemistry, 114, 511-515.
• [5] Jordehaim M., Giske H.N., Andersen O.M. (2007) Anthocyanins in caprifoliaceae. Biochemical Systematics and Ecology, 35, 153-159.
• [6] Mozafari M.R., Khosravi-Darani K., Borazan G.G., Cui J., Pardakhty A., Yurdugul S. (2008) Encapsulation of food ingredients using nanoliposome technology. International Journal of Food Properties, 11, 833-844.
• [7] Laouini A., Jaafar-Maalej C., Sfar S., Charcosset C., Fessi H. (2011) Liposome preparation using a hollow fiber membrane contactor. Application to spironolactone encapsulation. International Journal of Pharmaceutics, 415, 53-61.
• [8] Yang K., Delaney J.T., Schubert U.S., Fahr A. (2012) Fast high-throughput screening of temoporfin-loaded liposomal formulations prepared by ethanol injection method. Journal of Liposome Research, 22 (1), 31-41.
• [9] Lu Q., Li D.-C., Jiang J.-G. (2011) Preparation of tea polyphenol nanoliposome system and its physicochemical properties. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 59, 13004-13011.
• [10] Kozubek A., Gubernator J., Przewosrka E., Stasiuk M. (2000) Liposomal drug delivery, a novel approach: Plarosomes, Acta Biochimica Polonica, 47 (3), 639-649.
• [11] Wagner A, Vorauer-Uhl K., Katinger H. (2002) Liposomes produced in a pilot scale: production, purification and efficiency aspects. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics, 54, 213-219.
• [12] Laounini A., Charcosset C., Fessi H., Holdich R.G., Vladisaljevic G.T. (2013) Preparation of liposomes: A novel application of microengineered membranes - From laboratory scale to large scale, Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 112, 272-278.
• [13] Jaafar-Maalej Ch., Charcosset C., Fessi H. (2011) A new method for liposome preparation using a membrane contactor. Journal of Liposome Research, 21 (3), 213-220.
• [14] Ruysschaert T., Marque A., Duteyrat J.L., Lesieur S., Winterhalter M., Fournier D. (2005) Liposomes retention in size exclusion chromatography. BMC Biotechnology, 5 (11) . DOI: 10.1186/1472-6750-5-11.
• [15] Elorza B., Elorza M.A., Frutos G., Chantres J.R. (1993) Characterization of 5-fluo-rouracil loaded liposomes prepared by reverse-phase evaporation of freezing-thawing extrusion methods: study of drug release. Biochimica et Biophysica Acta, 1153M 135-142.
• [16] Fresta M., Villari A., Puglisi G., Cavallaro G. (1993) 5-Fluorouracil: various kinds of loaded liposomes: encapsulation efficacy, storage stability and fusogenic properties. International Journal of Pharmacy, 99, 145-156.
• [17] El Maghraby G.M.M., Williams A.C., Barry B.W. (2001) Skin delivery of 5-fluorouracil from ultradeformable and standard liposomes in vitro. Journal of Pharmacy Pharmacology, 53, 1069-1077.
• [18] Tomoko N., Fumiyoshi I. (2005) Encapsulation efficiency of water-soluble and insoluble drugs in liposomes prepared by the microencapsulation vesicle method. International Journal of Pharmaceutics, 298, 198-205.
• [19] Singodia D., Verma A., Khare P., Dube A., Mitra K., Mishra P.B. (2012) Investigations on feasibility of in situ development of amphotericin B liposomes for industrial applications. Journal of Liposome Research, 22 (1), 8-17.
• [20] Pham T.T., Jaafar-Maalej Ch., Charcosset C., Fessi H. (2012) Liposome and niosome preparation using a membrane contactor for scale-up. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 94, 15-21.
• [21] Papahadjopoulos D., Miller N. (1967) Structural characteristics of hydrates liquid crystals. Biochimica et Biophysica Acta, 75067, 624-638.